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Clostridium difficile ist ein sporenbildendes, anaerobes Bakterium, mit dem 2-5% der Bevölkerung symptomlos im Gastrointestinaltrakt besiedelt sind (10). Gehäuft tritt eine Besiedlung bei Kindern, älteren Menschen und Krankenhauspatienten auf (1). Toxin produzierende Stämme von Clostridium difficile (Toxin A: Enterotoxin; Toxin B: Zytotoxin) können folgende Erkrankungen hervorrufen:
 | Leichte bis schwere, zumeist wässrige Durchfälle
| | Pseudomembranöse Enterokolitis
| | Toxisches Megakolon
| | Darmperforation |
Todesfälle sind beschrieben. Die Expression der Toxine wird über einen positiven (TcdR) und einen negativen Regulator (TcdC) gesteuert (15).
Die Entstehung der Clostridium-difficile-assoziierten Enterokolitis wird durch eine Antibiotikagabe begünstigt (z.B. nachgewiesen für Chinolone, Clindamycin, Cephalosporine, Ampicillin und Trimethoprim-Sulfamethoxazol). Nosokomiale Übertragungen und Ausbrüche in Gesundheitseinrichtungen wurden vielfach beschrieben. Hierbei spielt die Fähigkeit von Clostridium difficile, umweltresistente Sporen zu bilden, eine große Rolle. Die Verbreitung erfolgt fäkal-oral mittels Schmierinfektion über kontaminierte Hände, Flächen und Gegenstände wie z.B. Rektal-Thermometer und Blutdruckmanschetten. Als Ursachen für die in den letzten Jahren zunehmenden Fallzahlen (11, 18) kommen u.a. der oft zu großzügige Umgang mit Antibiotika, die Zunahme von Risikopatienten (hohes Alter, längerer Klinikaufenthalt, Abdominalchirurgie, Sondenernährung, Chemotherapie) sowie unzureichende Hygienemaßnahmen in Frage (12).
2001 wurde zunächst in Kanada und den USA ein besonders virulenter Stamm mit erhöhter Toxinproduktion, Fluorochinolon- und Makrolidresistenz beschrieben (Ribotyp 027, Toxintyp III), der sich seither in dortigen Krankenhäusern ausgebreitet hat (5, 6, 15) und auch im ambulanten Bereich auftritt. Dieser Stamm lässt sich seit 2005 in Europa (Niederlande, Belgien und Frankreich) (3, 13, 14), seit April 2007 auch in Deutschland nachweisen (9, 17). Die erhöhte Toxinproduktion wird durch eine partielle Deletion des TcdC-Gens verursacht.
Der Nachweis der Toxine A und B erfolgt aus Stuhlproben (Nativstuhl in den üblichen Transportröhrchen; Lagerung und Transport bei 4-8°C) mittels Antigen-Nachweis (ELISA). Bei einem negativen Ergebnis sollten bis zu zwei weitere Stuhlproben von unterschiedlichen Defäkationen untersucht werden, da die Sensitivität einer einzelnen Untersuchung mit keinem Testsystem 100% beträgt.
Auf gezielte Anforderung ist eine kulturelle Anzüchtung des Erregers mit Resistenztestung möglich. Für weitere Untersuchungen (Ribotyp, Toxintyp, vergleichende Typisierung) kann der Stuhl auch direkt an ein Konsiliarlabor geschickt werden (8).
Schwer verlaufende Erkrankungen sind gemäß § 6 Abs. 1 Nr. 5a IfSG durch den Arzt namentlich an das zuständige Gesundheitsamt zu melden.
Außerdem besteht Meldepflicht durch den Arzt (ebenfalls namentlich) nach § 6 Abs. Nr.2b IfSG (gehäuftes Auftreten von akuter Gastroenteritis) sowie nicht namentlich nach §6 Abs. 3 IfSG bei gehäuftem Auftreten nosokomialer Erkrankungen (d.h. Erkrankung von mehr als 2 betroffenen Patienten in örtlichem und zeitlichem Zusammenhang) (16).
| Wenn möglich, Absetzen der vorbestehenden Antibiotikatherapie.
| | Mittel der Wahl für die Therapie von Clostridium difficile ist Metronidazol (3 x 500 mg pro Tag für 10 Tage), vorzugsweise p.o., eine intravenöse Therapie ist ebenfalls möglich.
| | Bei Rezidiven – die bei bis zu 25% der Patienten auftreten – Wiederholung der o.g. Therapie oder Gabe von Vancomycin p.o. (bis zu 4 x 500 mg pro Tag über 10 Tage). Im Gegensatz zu Metronidazol ist intravenös verabreichtes Vancomycin nicht wirksam.
| | Die zusätzliche Gabe von Saccharomyces boulardii (Perenterol) kann sinnvoll sein.
| | Bei sehr schwer verlaufenden Fällen (z.B. toxisches Megakolon) kann Metronidazol i.v. und zusätzlich Vancomycin p.o. (ggf. über eine Ernährungssonde) gegeben werden. |
Neue Medikamente sind derzeit in Erprobung, in Deutschland allerdings noch nicht zugelassen (7).
| Hygienische Maßnahmen bei Patienten mit Durchfällen aufgrund von toxinbildendem Clostridium difficile: |
| Einzelzimmerunterbringung |
Bei massiven Durchfällen oder Stuhlinkontinenz ist die Unterbringung in einem Einzelzimmer mit eigener Nasszelle erforderlich, bei mäßiger Symptomatik anzustreben. Falls dies nicht möglich ist, sollen Risikopatienten (Im-munsuppression, onkologische Patienten, liegende Magensonde, laufende Antibiotikatherapie inkl. Zustand nach perioperativer Prophylaxe) nicht im Zimmer verbleiben oder hinzuverlegt werden.
Eine Kohortenisolierung sollte nur bei Infektionen mit dem gleichen Erregertyp erfolgen (027/„non 027“). Die Bestimmung des Erregertyps ist keine Rou-tineuntersuchung und erfolgt derzeit in den nationalen Referenzzentren. Sie dürfte allerdings in den meisten Fällen zum Zeitpunkt der akuten Erkrankung noch nicht vorliegen. |
| Aufhebung der Isolierung, Kontrolluntersuchungen |
Unabhängig davon, ob noch Erreger ausgeschieden werden, können die Patienten bei klinischer Besserung entlassen werden. Bisher wird vom Robert-Koch-Institut keine Aussage darüber gemacht, wie lange die Isolierung fort-zuführen ist, wenn der Patient aus anderen Gründen länger stationär verbleiben muss. In Anlehnung an angloamerikanische Empfehlungen er-scheint es jedoch sinnvoll, die Isolierung drei Tage nach Ende der klinischen Symptomatik aufzuheben (unabhängig von mikrobiologischen Kontrollun-tersuchungen). Eine längere Isolierung wird nur bei Patienten mit Stuhlinkon-tinenz und schlechter Händehygiene angeraten. |
| Händehygiene |
Die Händehygiene von Personal und Patienten sowie die entsprechende Schulung spielen eine entscheidende Rolle bei der Kontrolle und Eindämmung von Infektionen durch Clostridium difficile (4).
Sorgfältige Händehygiene nach
• Patientenkontakt
• Kontakt mit erregerhaltigem Material oder kontaminierten Flächen
• Ablegen der Handschuhe (vor Verlassen des Zimmers)
Alkoholische Händedesinfektionsmittel wirken nicht sporozid, töten jedoch die meisten anderen Erreger ab. Beim Händewaschen kommt es durch den Abschwemmeffekt zu einer Sporenreduktion. Daraus ergibt sich folgende Empfehlung:
• Zuerst hygienische Händedesinfektion
• Anschließend gründliches Händewaschen mit Seife
• Ausnahme: Stark verschmutzte Hände. In diesem Fall werden die Hände zunächst vorsichtig abgespült und anschließend gewaschen. Nach dem Abtrocknen erfolgt dann die hygienische Händedesinfektion. |
| Schutzkleidung |
Verwendung von Schutzkitteln und Einmalhandschuhen bei Patientenkontakt und möglichem Kontakt mit erregerhaltigem Material. Mit kontaminierten Handschuhen keine weiteren Gegenstände anfassen. Mund-Nasen-Schutz und Haube nicht erforderlich. |
| Flächendesinfektion |
Mindestens 1 x täglich Scheuer-Wischdesinfektion der patientennahen (Handkontakt-) Flächen, wie z.B. Nachttisch, Bettgestell, Nassbereich, Tür-griffe unter Bevorzugung von Oxidantien (z.B. Peressigsäure). Gegebenenfalls gezielte desinfizierende Reinigung von Flächen nach Kontamination mit infektiösem Material.
Aufgrund der schwierigen und unzuverlässigen Inaktivierung der bakteriellen Sporen kommt der Keimreduktion durch die mechanische Reinigung (Scheuer-Wisch-Desinfektion) eine wichtige Rolle zu.
In einer Studie (2) konnte auf einer Knochenmarkstransplantationsstation die Inzidenz an Clostridium-difficile-assoziierter Enterokolitis durch die Verwen-dung von Hypochlorit-Lösung als Desinfektionsmittel signifikant reduziert werden.
Die Schlussdesinfektion erfolgt für alle Flächen im Patientenzimmer entsprechend den Angaben für die tägliche Desinfektion. |
| Aufbereitung von Medizinprodukten |
Alle Medizinprodukte mit direktem Kontakt zum Patienten (z.B. Stethoskop, Thermometer u.s.w.) sind patientenbezogen zu verwenden und müssen nach Gebrauch bzw. vor der Anwendung bei anderen Patienten desinfiziert werden.
Bei zentraler Aufbereitung ist der Transport in einem geschlossenen Behälter durchzuführen. Thermische Desinfektionsverfahren sind zu bevorzugen.
In der angloamerikanischen Literatur wird explizit darauf hingewiesen, dass keine Mehrweg-Rektal-Thermometer verwendet werden sollen, sondern nur Einwegthermometer. |
| Ver- und Entsorgung |
• Abfälle im Zimmer sammeln
• Geschlossener Transport, evtl. Doppelsackmethode
• Tägliche Entsorgung
• Wäsche und Textilien sind einem desinfizierenden Waschverfahren zuzuführen
• Für Betten und Matratzen werden wischdesinfizierbare Überzüge empfohlen
• Geschirr kann in einem geschlossenen Behältnis zur Spülmaschine transportiert werden und darin, wie üblich, bei > 60°C gereinigt werden
• Steckbecken und Urinflaschen sind thermisch zu desinfizieren
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| Patiententransport |
• Untersuchungen außerhalb des Zimmers auf das notwendige Min-destmaß beschränken
• Vor dem Transport Zielbereich informieren
• Kontakt zu anderen Patienten und Besuchern vermeiden
• Anschließende Desinfektion von Kontaktflächen und verwendeten Gegenständen sowie sorgfältige Händehygiene |
- Ackermann G. Clostridium difficile – Aktueller Stand, Teil I: Epidemiologie, Pathogenese, Diagnostik, Therapie, Immunologie und Prophylaxe. Mikrobiologe 2004; 14:125-129
- Delemee M. et al. Epidemiology and prevention of Clostridium difficile infections in a leukemia unit. Eur J Clin Microbiol 1987; 6:623-627
- Demeyer JR et al. First isolation of Clostridium difficile PCR ribotype 027, toxintype III in Bel-gium. Eurosurveill 2005 Oct 20;10
- Gerding DN et al. SHEA Position Paper: Clostridium difficile associated diarrhea and colitis. Infect Control Hosp Epidemiol 1995; 16 (8):459-477
- Loo VG et al. A predominantly clonal multi-institutional outbreak of Clostridium difficile-associated diarrhea with high morbidity and mortality. N Engl J Med 2005; 353(23):2442-2449
- McDonald LC et al. An epidemic, toxin gene-variant strain of Clostridium difficile. N Engl J Med 2005 Dec 8; 353(23):2433-2441
- Musher DM et al. Nitazoxanide for the treatment of Clostridium difficile colitis. Clin Infect Dis 2006; 43:421-427
- N. N. Empfehlungen des Robert Koch Institutes zu Hygienemaßnahmen bei Patienten mit Durchfällen aufgrund von toxinbildendem Clostridium difficile, Stand Oktober 2007. www.rki.de
- N. N. Erster Nachweis von Clostridium difficile, Ribotyp 027 in Deutschland – Erreger mit hoher Virulenz. Epidemiol Bull 2007; 41:386
- National Clostridium difficile Standards Group. Report to the Department of Health, February 2003. J Hosp Infect 2004 Suppl 1; 56:1-38
- Schneider T et al. Clostridium difficile assoziierte Diarrhoe. Dt. Ärzteblatt 2007; 22:1588-1594
- Simor EA et al. The SHEA Long-Term-Care Committee. SHEA Position Paper. Clostridium difficile in long-term-care facilities for the elderly. Infect Control Hosp Epidemiol 2002; 23 (11):696-703
- Tachon M et al. First cluster of C. difficile toxintype III, PCR-ribotype 027 associated disease in France: preliminary report. Eurosurveill 2006 May 4;11
- Van den Hof S et al. Clostridium difficile PCR ribotype 027 outbreaks in the Netherlands: recent surveillance data indicate that outbreaks are not easily controlled but interhospital transmission is limited. Euro Surveill 2006 Jan 26;11(1)
- Warny M et al. Toxin production by an emerging strain of Clostridium difficile associated with outbreaks of severe disease in North America and Europe. Lancet 2005; 366:1079-1084
- N. N. Schwer verlaufende Infektionen mit Clostridium difficile: zur Meldepflicht. Epidemiol Bull 2007; 46:421
- N. N. Clostridium difficile Ribotyp 027: Bestätigte schwere Infektionen in Deutschland. Epi-demiol Bull 2007; 46:421
- Reichardt C et al. Dramatischer Anstieg von Clostridium-difficile-assoziierter Diarrhoe in Deutschland: Ist der neue Stamm PCR-Ribotyp 027 bereits angekommen? Deutsch Med Wochschr 2007; 132:223-228
Januar 2008
Dr. med. Torsten Schmidt-Wieland
Facharzt für Mikrobiologie und Infektionsepidemiologie
PD Dr. med. Wolfgang Cullmann
Facharzt für Mikrobiologie und Infektionsepidemiologie
PD Dr. med. Guido Funke
Facharzt für Mikrobiologie und Infektionsepidemiologie
Spezialist für labormedizinische Analytik FAMH
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